Viendo las mutaciones en vivo y en directo

Las mutaciones son la principal fuerza evolutiva de los seres vivos, son cambios en la secuencia de un gen a través de inserciones de nuevas secuencias, deleciones de uno o más nucleótidos o cambio de un nucleótido por otro (transiciones o transversiones), que provocan que la proteína codificada por el gen pierda su función, su especificidad o adquiera una nueva característica que le permita tener una ventaja en su supervivencia.

Sin embargo, la única forma de ver las mutaciones es a través de los fenotipos, o sea, la forma final de un determinado organismo. Por ejemplo: una mutación en un gen hace que los ojos de la mosca de la fruta sean blancos en vez de rojo. Los ojos de la mosca los podemos ver, y si son blancos sabemos que es debido a una mutación, pero no podemos ver directamente la mutación (a menos que secuenciemos el gen) y mucho menos el momento preciso en que se da esta mutación. Además, existen muchas mutaciones que no expresan un fenotipo característico. Hay mutaciones que no cambian la función de la proteína porque pueden cambiar un nucleótido por otro pero codificar para el mismo aminoácido o pueden codificar para otro aminoácido con características similares al anterior o aminoácidos que no forman parte del sitio activo de la enzima.

Además, las mutaciones son tan raras – en mamíferos es de 1 en 2.2x10⁹ nucleótidos – que sería imposible ubicarlos en el preciso momento en que están ocurriendo durante la replicación del ADN. Pero, ¿por qué es tan baja la tasa de mutación? Las mutaciones se dan de manera más frecuente de lo que pensamos; pero, la evolución ha permitido el desarrollo una maquinaria de reparación de errores: mismatch repair machinery (MutS, MutL, MutH) y el proofreading de las enzimas polimerasas. Entonces, si queremos ver las mutaciones en vivo y en directo, por qué no marcamos una de las proteínas de estas maquinarias y le hacemos un seguimiento, de seguro que nos llevarán a los puntos donde se están dando las mutaciones!.

Esto fue lo que hizo Marina Elez et al. de la Universidad Paris Descartes y lo publicó el día de ayer en la revista Current Biology. Marina marcó con una molécula fluorescente a un derivado funcional de MutL – proteína clave en la maquinaria de reparación de errores. La proteína MutL se une alrededor de las mutaciones que no pueden ser reparadas formando agregados proteicos (“clusters”). Gracias a que la proteína estaba marcada con una molécula fluorescente, se podía ubicar rápidamente donde estaban las mutaciones, simplemente por el brillo que emitían. De esta manera pudieron ver en vivo y en directo las mutaciones; y además, pudieron cuantificar la cantidad de mutaciones que se daban en el ADN ya que era directamente proporcional a la intensidad de fluorescencia emitida. De esta manera pudieron corroborar la tasa de mutación global de E. coli el cual coincidía con los valores estimados previamente.

Si bien la técnica calcula la tasa de mutación de una célula individual, al repetir en experimento en varias células observaron que las tasas de mutación seguían una distribución de Poisson, lo que sugiere que todas las células en la población tienen casi la misma tasa de mutación. Esta técnica será muy usada para estimar de manera más exacta las tasas de mutaciones, no sólo en otras bacterias, sino también en organismos eucariotas, de manera independiente a su fenotipo. También ayudarán mucho en el diagnóstico temprano de cánceres y desarrollo de tumores, los cuales se caracterizan por una alta tasa de mutación en sus genomas.

Referencia:

Current Biology, DOI: 10.1016/j.cub.2010.06.071

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Los de British Petroleum si son unos maestros del Photoshop

Hace un par de semanas se hizo una grave denuncia a British Petroleum por falsear y modificar fotos para mostrar que el problema del Golfo de México estaba siendo resuelto y que los daños eran menos graves de lo que se pensaban. La explicación de BP para esta falta de ética fue que uno de los miembros de su personal quería demostrar sus habilidades con el Photoshop y por error cayó en las manos del webmaster quien publicó las fotos en la página oficial de la empresa.

En respuesta a esto, un montón de gente en el mundo se puso a hacer lo mismo, modificar las fotos en Photoshop pero de una manera más imaginativa, para reirnos un poco y olvidar por un instante este grave desastre ecológico…

 Los pilotos de BP tomándose un “break”

 
Con las manos en la masa! Miembros de BP captados en el preciso momento
que falseaban las fotos en GIMP.

El problema es más grave de lo que se creía.

Hacen todo menos controlar el desastre.

Versión para Nintendo…

…y ahora para PC!!!

Para ver la galería completa visitar:

http://www.wired.com/wiredscience/2010/07/bp-reader-photoshop/

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El desarrollo de los ojos tienen un origen común en los animales

Sin dudas, los ojos, son una de las más grandes maravillas de la evolución, pero aún hay mucha controversia acerca del origen de los mismos. Los ojos son órganos extremadamente complejos, con características sumamente sofisticadas, y varían mucho en su funcionamiento entre una especie y otra, lo cual, abre la posibilidad a que el origen  de éste órgano no haya seguido una sola línea evolutiva, sino varias paralelas.

En los metazoos, existe una familia de genes, Pax, que codifican para una serie de factores de transcripción involucrados en una gran variedad de procesos del desarrollo celular. Estos genes divergieron antes que los cnidarios y bilaterios se separaran y evolucionaran independientemente. Pax-6, uno de los miembros de esta familia, controla el desarrollo de los ojos en muchos bilaterios, y mutaciones en este gen causan graves defectos morfológicos y funcionales.

Una medusa de la especie Cladonema radiatum. Los puntitos rojos (indicados por la flecha blanca) son los ojos. b: bulbos del tentáculo. m: manubrio. u: campana.

Los cnidarios son los animales más primitivos con ojos multicelulares; sin embargo, el gen Pax-6 no ha sido identificado. Entonces, ¿que gen es el responsable del desarrollo de los ojos en estos animales? Antes de todo, debemos tener conciencia de la importancia de encontrar un organismo con un mecanismo diferente de desarrollo de los ojos, porque nos ayudará a entender como se originaron y como han ido evolucionando a lo largo del tiempo.

Por ejemplo, en las medusas de la clase Cubozoa, es el gen Pax-B – un ortólogo del Pax-2/5/8 de los vertebrados – el responsable del desarrollo de los ojos. Se cree que Pax-6 divergió de Pax-B y fue reclutado por los miembros del grupo Bilateria. En la medusa Cladonema radiatum (Hidrozoa) se aislaron tres genes de la familia Pax: Pax-A, Pax-B y Pax-E. Estos genes fueron hallados mediante una PCR usando primers degenerados específicos para los dominios conservados de Pax. A diferencia de los cubozoos, en C. radiata, el gen  Pax-B no tiene nada que ver con el desarrollo de los ojos, al igual que Pax-E. Los investigadores, liderados por el Dr. Hiroshi Suga de la Universidad de Basel, encontraron que el gen Pax-B se expresaba principalmente en el manubrio – el órgano digestivo-reproductivo de C. radiata – pero no lo hace en el bulbo de los tentáculos, que es donde están ubicados los ojos. Sin embargo, el gen Pax-A si se expresa en los tentáculos.

Y, ¿por qué se cree que Pax-6 se originó a partir de Pax-B? Lo que los científicos encontraron fue que al insertar el gen Pax-B del cubozoo en la mosca de la fruta (Drosophila melanogaster) este inducía el desarrollo de los ojos ectópicamente (fuera de su lugar normal). De la misma forma actuaba el gen Pax-A de C. radiata (crPax-A)

Estudios filogenéticos de los genes Pax-A, Pax-B y Pax-6, muestran que pertenecen a diferentes sub-familias, que divergieron antes de la separación entre los cnidarias y bilaterias. Además, gracias a que Pax-A y Pax-B (genes de los cnidarias) también pueden inducir el desarrollo de ojos en animales bilaterias como la mosca de la fruta, sugieren que estos tres genes tienen un origen evolutivo monofilético (un sólo ancestro común). Se cree que el origen de los otros genes Pax fue como producto de duplicaciones genéticas, que en las fases tempranas de la evolución de los animales, tenían funciones redundantes y a través del tiempo fueron especializándose, alguno de ellos llegando a controlar el desarrollo de los ojos.

Referencia:

Suga, H., Tschopp, P., Graziussi, D., Stierwald, M., Schmid, V., & Gehring, W. (2010). Flexibly deployed Pax genes in eye development at the early evolution of animals demonstrated by studies on a hydrozoan jellyfish Proceedings of the National Academy of Sciences DOI: 10.1073/pnas.1008389107

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Como centrifugar 5 ó 7 tubos a la vez?

A cuantos no nos ha pasado que, cuando estamos extrayendo ADN o purificando alguna proteína o separando cultivos de células o bacterias, tenemos un número impar de tubos para centrifugar, o más que eso, tenemos un número primo como 5, 7, 11 ó 13 tubos para centrifugar, pero no sabemos como ubicarlos, así que primero centrifugamos una parte y luego otra, ¡qué pérdida de tiempo!".

En BiteSize Bio encontré una forma de hacerlo que nunca se me había ocurrido (¡que roche!). Primero, todos sabemos como centrifugar 3 tubos, las disponemos en forma triangular para lograr la estabilidad del rotor, tal como se muestra en la figura. Podemos marcar los pocillos con una resaltador o un marcador para ubicarlos más rápidamente… pero como hacemos para centrifugar 5 ó 7 ó más?… ya la vieron???

Es fácil, una vez ubicado los 3 tubos en forma triangular, colocamos otros dos en pocillos opuestos, otros dos en otros pocillos opuestos y así hasta completar cualquier número impar o primo. De hecho que se verá desordenado y pareciera que esta desproporcionado o desbalanceado y podría salir mal la centrifugación, pero NO!!! está bien, todos los tubos tienen su contraparte y el rotor está balanceado, así que pueden proceder a centrifugar sin miedo…

También  BiteSize Bio nos muestra una forma de centrifugar tubos más chiquitos (de 0.2ml y 0.6ml) sin la necesidad de cambiar el rotor de 1.5 – 2ml. Para eso, cortamos la tapita del tubo Eppendorf de 1.5 ó 2ml y dentro de ella ubicamos el tubo de 0.6ml. Si queremos para tubos de 0.2ml, a parte de cortar la tapa del tubo de 1.5 ó 2ml, cortamos la tapita del tubo de 0.6ml que está dentro del más grande y ponemos nuestro tubito de PCR dentro de ellos.

Claro, que si vas a centrifugar algo con mucho valor como los productos de tu PCR para mandarlo a secuenciar, o fragmentos de ADN marcado con sondas radiactivas como el P-32 o proteínas marcadas con S-35, o vas a centrifugar a velocidades superiores a 10000rpm, es preferible mejor cambiar de rotor y evitar daños y perjuicios.

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Tenofovir reduce la infección por VIH… pero aún no es suficiente

Hoy se publicó en Sciencexpress un estudio alentador para evitar el contagio de VIH en mujeres. Se trata del uso de un gel a base de 1% de Tenofovir – 9- [(R)-2phosphonomethoxy)propyl]adenine monohydrate (PMPA) – un análogo al nucleótido de adenosina con una actividad inhibitoria potente contra los retrovirus. Este compuesto ya ha sido probado como profiláctico en monos y actualmente es usado en el tratamiento del VIH (Viread®).

Este ensayo clínico a gran escala se llevó a cabo en África, donde el SIDA es una epidemia – el 70% de los infectados con VIH en el mundo son del África. Es aquí donde se han realizado una gran cantidad de ensayos clínicos para contrarrestar el contagio del VIH en la población sexualmente activa. Las estrategias probadas van desde la circuncisión masculina (~57% de efectividad) hasta una vacuna desarrollada por Tailandeses con un ~31% de efectividad. De las 39 estrategias probadas, sólo 5 han tenido resultados alentadores.

El estudio llamado CAPRISA 004, fue realizado entre mayo del 2007 y marzo del 2010. Se partió de una muestra inicial de 2160 mujeres sexualmente activas, entre 18 y 40 años, de las cuales quedaron finalmente 889 (611 de zonas rurales y 278 de zonas urbanas), las cuales fueron divididas en dos grupos al azar. Al primer grupo (n=445) les dieron el gel con Tenofovir y al segundo grupo (n=444) se les dio un gel placebo de características fisicoquímicas similares al tratamiento. El ~94% de los involucrados completaron el estudio. Además, a las mujeres participantes se les brindó condones, charlas de protección contra ETS y forma de uso del gel para que las condiciones del estudio sean las óptimas.

El tratamiento consistía en aplicarse el gel en la vagina 12 horas antes y 12 horas después de las relaciones sexuales, y cada mes se hacían los chequeos respectivos (VIH, embarazo, otras ETS). Las mujeres que cumplieron con el uso correcto del gel – dos aplicaciones por encuentro sexual – en más del 80% de las veces se les categorizó como de “alta adherencia”; las que usaban el gel de manera adecuada del 50 al 80% de las veces estaban en la categoría de “adherencia media” y las que lo usaban de manera correcta menos del 50% de las veces estaba en la categoría de “baja adherencia”. Esto se determinó en función de los geles devueltos y las relaciones sexuales tenidas durante el mes.

Los resultados obtenidos fueron que la incidencia de HIV en las mujeres que usaron el gel con Tenofovir fue 5.6/100 mujeres-año (número de mujeres infectadas por cada 100 mujeres por cada año) mientras que las mujeres que usaron el placebo la incidencia fue de 9.1/100 mujeres-año. La tasa de incidencia de VIH fue 50% menor en los primeros 12 meses y 40% menor a los 24 meses usando el gel con Tenofovir. Comparando a las mujeres con “alta adherencia”, la incidencia de las que usaron el gel con Tenofovir fue 54% menor al placebo; las de “adherencia media” y “baja adherencia”, la incidencia fue 38 y 28% menor que del placebo, respectivamente.

Finalmente, se estimó que la eficiencia del Tenofovir en la reducción de la infección por VIH fue del 39%. ¿Efectos secundarios? Si… pero no fue gran cosa…, al ~94% le dio al menos una vez una pequeña diarrea, nada grave, aunque se puede deber al gel porque a los que tomaron el placebo también tuvieron algunos casos de diarrea, aunque también se puede deber a otras causas… a quien no le ha da una diarrea una vez al año? Lo que se debe rescatar del estudio es que se debe concientizar más a los participantes para que sigan al pie de la letras las indicaciones dadas para que los resultados sean más alentadores, aumentar la “adherencia” del gel. También se deben estudiar aquellos casos que dieron positivos a pesar de usar el gel correctamente, esos aislamientos pueden ser la clave para encontrar a los virus resistentes y mejorar la efectividad del Tenofovir.

Referencia:

Karim, Q., Karim, S., Frohlich, J., Grobler, A., Baxter, C., Mansoor, L., Kharsany, A., Sibeko, S., Mlisana, K., Omar, Z., Gengiah, T., Maarschalk, S., Arulappan, N., Mlotshwa, M., Morris, L., Taylor, D., & , . (2010). Effectiveness and Safety of Tenofovir Gel, an Antiretroviral Microbicide, for the Prevention of HIV Infection in Women Science DOI: 10.1126/science.1193748

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Un nuevo mecanismo de la regulación de la expresión genética

Existen muchos mecanismos que regulan la expresión genética, los cuales pueden darse a nivel transcripcional (promotores, operadores, terminadores), post-transripcional (formación de estructuras secundarias, ARN de interferencia, micro ARNs), traduccional (estructuras secundarias que evitan el paso del ribosoma) y post-traduccional (apoproteínas y chaperonas encargadas de dar la estructura final a la proteína).

Sin embargo, muchos de los ARNs que son transcritos a partir del ADN no llegan a codificar ningún tipo de proteína, y muchos de estos ARNs no codificantes están envueltos en mecanismos de regulación de la expresión genética, por ejemplo: los micro ARN (miARN), ARN de interferencia (ARNi), ARN pequeño de interferencia (siARN) y ARN asociados a piwi (piARN). Pero, aún existe un tipo de ARN misterioso cuya importancia aún se mantiene en discusión, este es el ARN largo no codificante (lncRNA).

Kondo et al. hicieron un descubrimiento en la mosca de la fruta (Drosophila melanogaster). Un ARN conocido como polished-rice (pri) tenía las características de un lncRNA, pero, codificaba para pequeños péptidos que controlaba la expresión de ciertos genes durante el desarrollo embrionario de D. melanogaster. Este gen pri ya había sido descubierto anteriormente en otros insectos donde también cumplía funciones similares. Lo que más llamó la atención de este gen pri es que era policistrónico, o sea, el gen transcribía un solo ARNm pero era traducido en varios pequeños péptidos de manera independiente, similar a lo que pasa en un operón bacteriano. pri codificaba cuatro o cinco pequeños péptidos de 11 a 34 aminoácidos, altamente conservados en los insectos.

Para investigar la función de pri, Kondo et al. usaron embriones de moscas de la fruta y estudiaron sus células epidérmicas, específicamente, unas especializadas en la producción de pequeñas protuberancias llamadas tricomas (parecido a los tricomas de las plantas). El gen responsable de la formación de los tricomas es el gen shavenbaby (svb), el cual codifica una proteína que actúa como factor de transcripción de genes relacionados con la formación de los tricomas. Cuando svb era mutado, los embriones eran incapaces de formar tricomas; y además, cuando pri era mutado, el embrión tampoco podía formar tricomas, pero la expresión de svb no se veía afectada. Uhm… para que no se pierdan… cuando pri y svb están presentes se forman los tricomas; cuando se mutaba svb pero no pri no se llegaban a formar los tricomas; y cuando se mutaba pri pero no svb, tampoco se formaban los tricomas, pero, la expresión de la proteína SVB no se veía afectada. Entonces, de esto se puede deducir que pri regula la expresión de svb a nivel post-traduccional, produciéndole algún tipo de modificación que lo vuelva activo, pero, ¿como es este mecanismo?

Primero, debemos saber que la proteína SVB tiene varios dominios, uno de ellos es un dominio que actúa como factor de transcripción. Kondo encontró que pri actúa como un interruptor temporal en la formación de los tricomas. Los pequeños péptidos codificados por pri tienen acción proteolítica, o sea, tienen la capacidad de cortar ciertos enlaces peptídicos. Los pequeños peptidos de pri cortan y remueven la región N-terminal de la proteína SVB, y es en esta región donde se encuentra el dominio de represión de la transcripción. Ahora, sin el represor, SVB está activo y listo para funcionar como factor de transcripción de los genes relacionados con la formación de los tricomas. Esto explica por qué cuando pri es mutado no se forman los tricomas, porque SVB no puede liberar su dominio de represión de la transcripción.

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Ahora queda otra pregunta… ¿Estos pequeños péptidos proteolíticos son específicos a determinadas proteínas? Kondo también encontró que pri puede actuar de la misma manera en otras proteínas ya que los mutantes pri tenían otros fenotipos que no eran explicados solamente por la acción de SVB. Lamentablemente, debido al tamaño tan corto de estos péptidos, no pueden ser encontrados usando programas bioinformáticos, tampoco han sido anotados en las bases de datos genéticas, así que ahí hay un arduo trabajo por realizar para encontrar más representantes de los lncRNA en todos los genomas hasta ahora secuenciados. Tampoco se puede estudiar sus estructuras secundarias o terciarias – si las tienen – o sus funciones porque los algoritmos de predicción de proteínas tienen un umbral de detección de unos 100 aminoácidos. Sin embargo, se puede usar la misma técnica usada para buscar e identificar los miARNs, los cuales son pequeñas secuencias de ARN de unos 22 nucleótidos, usando mutantes e identificando que causa este fenotipo.

Otra pregunta… ¿cuantos pequeños péptidos funcionales como los pri pueden estar escondidos dentro de cualquier ARNm? Nosotros podemos saber que un determinado ARNm codifica para una determinada proteína, pero, si cortamos esta secuencia de aminoácidos en trozos más pequeños al azar, ¿cuántos de ellos podrían llegar a ser péptidos funcionales?. En los ARNm también podemos encontrar en extremo 5’ una región que no llega a ser traducida, llamada 5’-UTR. Se ha encontrado que el ~40% de los ARNm de D. melanogaster poseen pequeños ORFs (marcos abiertos de lectura) en la región 5’-UTR (uORF) y muchos de ellos llegan a ser altamente conservados. Y no sólo se han encontrado en insectos, también hay uORFs en levaduras y vertebrados, casi en la misma proporción.

Si estos pequeños péptidos tuvieran muchas proteínas como substratos, sería uno de los mecanismos de regulación de la expresión genética más importantes, pero eso no lo podemos saber hasta no hacer un estudio más profundo. Además, ciertas mutaciones podrían introducir codones de inicio en los lncRNA o en las 5’-UTR, lo cual generaría muchos pequeños péptidos, donde habría la posibilidad de que alguno de ellos sea funcional, y sabiendo que muchas proteínas tienen muchos dominios, estos péptidos podría escindir tales dominios y darle una nueva función o especificidad a la proteína. Sin dudas, esto sería un gran avance hacia el desarrollo de nuevas sustancias terapéuticas como antivirales y anticarcinógenos.

Una pregunta más… ¿por qué la naturaleza ha creado tantos mecanismos de regulación de la expresión genética? Fue la misma pregunta que se hizo al descubrirse los miARN y la respuesta es que todos los seres vivos son parsimoniosos o tienden a serlo, nadie gasta más energía de la que requiere. Para que gastar energía produciendo una proteína que regule o degrade un ARNm o una proteína si pequeñas moléculas (péptidos o ARNs) lo pueden hacer rápida y eficientemente. así que hay bastante trabajo en este campo de la biología molecular.

Referencias:

Kondo, T., Plaza, S., Zanet, J., Benrabah, E., Valenti, P., Hashimoto, Y., Kobayashi, S., Payre, F., & Kageyama, Y. (2010). Small Peptides Switch the Transcriptional Activity of Shavenbaby During Drosophila Embryogenesis Science, 329 (5989), 336-339 DOI: 10.1126/science.1188158

Imagen: 10.1126/science.1192769

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Qué feo…

¿Que es esto?… ¿alguna idea?

Es un anélido, específicamente un Platynereis dumerilii, especie con la cual Dray et al. trabajaron para determinar el origen evolutivo de la segmentación [Science 329 (5989); 339 – 342], una característica clave en la organización corporal de varios grupos de animales que incluye a los anélidos, platelmintos, artrópodos y vertebrados. A partir de los embriones de artrópodos determinaron que la vía de señalización de Hedgehog es la responsable de controlar la segmentación y que su función es conservada en Platynereis. Así que el origen evolutivo de la segmentación se debe haber dado en un ancestro común entre los anélidos y artrópodos, en otras palabras, en el último ancestro común de los animales protóstomos.

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Por qué no podemos hacer lo mismo?

Salió una historia muy interesante en la editorial del último número de Nature, acerca de como Brasil llegó ha estar a la vanguardia de la Biotecnología, la historia mas o menos dice así…

Corría el mes de mayo del año 97, cuando un par de científicos brasileños discutían y esbozaban un “pequeño” proyecto. Ellos eran José Fernando Pérez y Fernando Reinach, el primero director de la Fundación de Investigación de Sao Paulo (FAPESP), y el segundo, uno de sus principales asesores. ¡Vamos a secuenciar un genoma! – dijeron. De hecho que el proyecto sonaba muy ambicioso, y para los científicos más viejos – quienes se sentían cómodos viendo como avanzaba la biotecnología en EEUU y Europa – era descabellado. Sin embargo, a este par de científicos no les importó y pusieron muchos esfuerzos para llevar a cabo el proyecto. Empezaron a formar capacidades en genómica y bioinformática – la base de cualquier estudio de secuenciamiento – y formaron rápidamente un buen equipo de trabajo.

El organismo seleccionado fue una bacteria, Xylella fastidiosa (un patógeno de los cítricos), y la inversión inicial fue de $12 millones, dedicados única y exclusivamente para la compra de secuenciadores, computadoras, reactivos y para capacitaciones. El 13 de Julio del 2000 fue publicado la secuencia genética de la Xylella fastidiosa en la revista Nature, [Nature 406, 151–157; 2000] y no sólo eso, fueron portada de ese número de la revista!

Bueno, es una bonita historia pero no queda ahí. El proyecto siguió avanzando, los investigadores del FAPESP estuvieron ocupados secuenciando otro genoma de otro patógeno de los cítricos, además empezaron a secuenciar el genoma de la caña de azúcar – el principal cultivar del Brasil – y apoyaron con el Proyecto del Genoma del Cáncer Humano. En base a las investigaciones que se hacían en la caña de azúcar surgieron dos empresas: Allelyx (Xylella al revés), la cual se dedicaba a estudios genómicos; y CanaVialis, la cual se dedica ha innovar y mejorar los cultivos de caña de azúcar. Ambas empresas fueron compradas por Monsanto en el año 2008 por la suma de $290 millones.

Todo esto ha permitido que los científicos brasileños estén a la altura de cualquier científico americano o europeo. Además, Brasil no se ha conformado con eso, actualmente su Ministerio de Ciencia y Tecnología – algo que a nuestro país le falta y es necesario tener, en vez de uno de cultura – está promoviendo el desarrollo de su Centro de Investigación del Bioetanol. Sin embargo han caído en un pequeño problema… no tienen muchos investigadores doctorales, la mayoría está en otros países investigando gracias a becas. La FAPESP está promoviendo que estudiantes doctorales de otras partes del mundo vallan a investigar al Brasil, una idea estupenda ya que, si bien son investigadores de otros países, sus investigaciones la hacen en Brasil y para Brasil, y es el país anfitrión el que gana con todo esto.

Las universidades brasileñas al ofrecer becas investigan más, ganan más financiamientos, forman parte de proyectos internacionales, adquieren equipos de última generación, dan las condiciones óptimas para realizar investigaciones de calidad, tal como cualquier país desarrollado; poniendo a Brasil a la vanguardia de la Biotecnología en Sudamérica.

Ahora… ¿El Perú puede seguir este ejemplo? Claro que sí, pero se debe correr un pequeño riesgo y hacer una fuerte inversión. Los equipos para estudios genómicos y proteómicos han bajado considerablemente de precio – comparado con lo que le costó a los brasileños en el año 1997 –, y no sólo eso, los equipos de última generación te permiten secuenciar cientos de fragmentos en una sola corrida. Además, por qué conformarnos con el genoma de un sólo organismo, si podemos analizar de cientos de ellos a la vez, hacer Metagenómica en vez de Genómica. Por qué no usar herramientas bioinformáticas para predecir genes, estructuras proteícas, interacción de moléculas con proteínas, mecanismos de regulación, etc. y hacer un trabajo más focalizado. Por qué no hacer bioprospección y buscar genes, enzimas y principios activos en nuestra inmensa biodiversidad y darle una aplicación industrial, para conseguir dinero y hacer más investigación y desarrollar nuevas tecnologías.

Todo esto se puede hacer, tenemos profesionales sumamente capacitados, lamentablemente no trabajan en el Perú, pero si les damos las condiciones óptimas para que puedan hacer sus investigaciones aquí, estoy seguro que muchos de ellos estarán dispuestos a regresar para hacer algo por su país. Si generamos más conocimientos, desarrollamos o usamos nuevas tecnologías, el Perú será un país atractivo para hacer investigación ya que tenemos una gran riqueza – la cual es nuestra gran ventaja comparativa con respecto a otros países como Chile o Argentina – tenemos una diversidad biológica envidiable. Y no sólo tenemos mucha biodiversidad, también tenemos una gran cantidad de ecosistemas diferentes, zonas de vida diferentes, los cuales incrementan la cantidad de nuestros recursos genéticos en varios órdenes de magnitud. Nos damos el lujo de tener decenas de variedades de una misma especie, cada una con características diferentes. Y también tenemos una gran riqueza en conocimiento tradicional el cual debe ser aprovechado y explotado pero con mucha responsabilidad social, tratando de integrar al desarrollo científico a las comunidades nativas en vez de marginarlas.

Ojalá que nuestros gobernantes y políticos vean la importancia de invertir en investigación y desarrollo, tenemos muchos ejemplos al costadito (Chile o Brasil), si funcionó ahí por qué no acá… En fin si las cosas no cambian tendré que ser presidente, no hay de otra…

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Que miedo…

No es la versión maligna del pulpo Paul, es una Alonsoa unilabiata, de la familia de las Scrophulariaceas.

Vía Pharyngula.

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Cada cuanto tiempo se dan las extinciones masivas?

Una interesante recopilación de Lisa Grossman muestra que las extinciones masivas se dan cada 27 millones de años, según las nuevas evidencias fósiles. Esto de las extinciones masas viene desde el año 1984, cuando los paleontólogos David Raup y Jack Sepkoski observaron que había un patrón alarmante en cada una de las extinciones masivas ocurridas anteriormente. Todos sus datos se basaron en registros fósiles marinos, ya que son los más fáciles de conseguir – de manera completa – y fáciles de caracterizar.

Raup & Sepkoski vieron que había algo allá afuera en el espacio que gobernaba estas extinciones masivas; esto a la luz de la teoría que surgió en 1980 de que los dinosaurios se extinguieron debido al impacto de un cometa a la Tierra. Raup & Sepkoski propusieron la idea de Némesis, una estrella que cada cierto tiempo mandaba una lluvia de cometas hacia la Tierra, debido a que su gravedad, sacaba de órbita a los cometas que orbitan en la nube de Oort, un cúmulo de asteroides hipotético que se encuentra a 1 año luz del sol, más allá de los confines del sistema solar.

Recientemente, dos grupos de astrónomos independientes han sugerido que la estrella responsable de estos hechos catastróficos, Némesis, pudiera ser una estrella enana roja o enana marrón. Esta naturaleza de estas estrellas las hacen prácticamente invisibles a nuestros telescopios, por eso no las hemos podido encontrar. Esta estrella podría estar entre 1 y 2 años luz de distancia del sol, y con una órbita que cada 26 o 27 millones de años pasa cerca de la nube de Oort, mandando una lluvia de cometas hacia la tierra. Pero, debido a que esta estrella es relativamente pequeña, su interacción con otras estrellas más grandes podrían afectar su órbita y su paso por la nube de Oort podría variar entre un 15 y 30% de tiempo.

Sin embargo, Adrian Melott y Richard Bambach, del Museo de Historia Natural de Washington, dicen que estas extinciones masivas se dan cada 27 millones de años, de manera muy exacta, con una confidencia del 99%, “tan exacto como un reloj”. ¿Como determinó esto? Para eso uso dos de las base de datos más grandes del mundo paleológicos: La base de datos de Sepkoski y la base de datos paleobiológico. Usando algoritmos matemáticos en su búsqueda, observaron que había un patrón en las extinciones que se repetía cada 27 millones de años. Sin embargo, no pudieron determinar quien o que era lo que causaba estas extinciones, lo cual abría la posibilidad a Némesis.

Pero, como volvemos a repetir, todo esto se basa solo en registros fósiles que en su mayoría son de organismos marinos. Cuando se habla de extinciones masivas también se refiere al porcentaje de géneros diferentes extintos, no se habla a nivel de especies porque es imposible saber cuantas especies existían en un determinado momento; los géneros por agrupar muchas especies si pueden ser estimados. Tampoco se considera a la diversidad microbiana ni los metazoos, son tan pequeños que un registro fósil de ellos es casi imposible de encontrar. Se cree que hoy habitan en la Tierra sólo el 2% de todas las especies que han existido alguna vez y también se cree que en los periodos Pérmico, Triásico y Cretácico han podido haber más especies de las que existen ahora.

Sin embargo, no sólo son los cometas los causantes de las extinciones masivas, también están los cataclismos que ocurren en el planeta, los súper-volcanes, los terremotos, las eras de hielo, las sequías, etc. Pero, no nos asustemos, sacando cuentas, la última extinción masiva que conocemos fue hace unos 65 millones de años, donde se extinguieron los dinosaurios, sumándole 27 millones de años, la siguiente extinción masiva fue hace unos 38 millones de años y la siguiente hace unos 11 millones de años, así que la siguiente será, todavía, dentro de 16 millones de años. Sin embargo, han habido pequeñas extinciones masivas importantes, la última ocurrió hace unos 10000 años, en el holoceno, donde desaparecieron los últimos grandes mamíferos como el Mamut, después de la última glaciación. Esta extinción favoreció mucho a la especie humana.

Como las extinciones masivas no se dan de un día para otro, pueden tardar cientos de años, hasta miles de años, o como la extinción del final del Pérmico, hace unos 250 millones de años, pudo haber durado 1 millón de años; de repente hoy estamos viviendo una extinción masiva al arrasar con nuestros recursos naturales, desplazar a las especies de sus ambientes naturales, provocando desastres ecológicos como el del Golfo de México, o con el Calentamiento Global, quien sabe, solo el tiempo lo dirá.

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Por qué se da la adicción a la cocaína?

Cuanta gente que empieza a consumir cocaína, heroína o nicotina (o Terocal como yo) y nunca la pueden dejar, por más tratamientos e internamientos que tengan, ¿a qué se debe? La explicación es que, cuando se consume de manera constante una de estas drogas o cualquier otro estupefaciente, el cerebro se adapta a tenerla siempre en él y lo toma como si fuera “normal”, volviéndolo menos sensible a los efectos que tanto les gusta sentir, así que necesitan de más para alcanzar el efecto deseado. En este punto, la dosis que consume un drogadicto podría llevar a la muerte por sobredosis a una persona normal que por primera vez prueba una de estas drogas.

Pero, ¿cuales son las bases bioquímicas y moleculares que dan paso a la adicción? Hollander et al. pudo haber encontrado la respuesta a los cambios neuronales que terminan en la tolerancia a las drogas, debido a su consumo prolongado, estudiando los cerebros de ratas”coqueras”. Primero, debemos saber que, drogas como la cocaína, atacan y alteran los sistemas de recompensa del cerebro. Y, ¿quienes están detrás de esto? Las responsables son unas pequeñas cadenas de ARN de 21 a 23 nucleótidos de largo llamado microARNs (miARN).

Para recordar: Aquí un post que publiqué hace un par de años respecto al tema.

Como pueden ver, los miARNs regula la expresión de los genes a nivel post-transcripcional (después de ser transcritos de ADN a ARN mensajero). El genoma humano codifica para aproximadamente 1000 miARNs, y si están en el cerebro, de hecho regularán la expresión de genes que controlan su estructura y función, y tal vez puedan estar relacionados con la adicción.

Hollander et al. encontraron que la cocaína aumentaba los niveles de un miARN llamado miR-212 en una región del cerebro llamada estriado dorsal. Pero, ¿de que manera estaba relacionado con la adicción? Para esto tomaron unas ratas drogadictas a las cuales les insertaron un vector cargando un miR-212. La característica de este vector era que el miR-212 se sobre-expresaría aumentando sus niveles en el cerebro. Los investigadores observaron que las ratas – que antes de insertarles el vector eran más coqueras que Maradona – disminuyeron su ansiedad por la cocaína. Para confirmar este experimento, diseñaron otro provocando un efecto contrario. Para esto silenciaron (“apagaron”) el miR-212 y observaron que las ratas drogadictas aumentaron su ansiedad y consumo de cocaína.

De estos dos primeros experimentos sacaron la conclusión que miR-212 tenía que ver, de cierta manera, con el control del sistema compensatorio del cerebro. Cuando se sobre-expresaban reducían la ansiedad y consumo de cocaína de las ratas drogadictas, mientras que en su ausencia, el consumo de cocaína aumentaba. La deficiencia de miR-212 las volvía más vulnerables a la drogadicción.

Ahora tenemos una nueva pregunta por responder. ¿El miR-212 a que nivel actúa, sobre que proteína tiene un efecto regulador, con que proteínas puede interactuar? Hollander encontró que la cocaína inducía la expresión de CREB, un importante señalizador del sistema compensatorio del cerebro, el cual reduce las propiedades motivacionales de la droga. Además, encontró que miR-212 respondía positivamente a la expresión de CREB, pero CREB sólo era funcional si estaba fosforilada. Así que aquí falta algo que fosforile a CREB. La respuesta fue que miR-212 inducía – de alguna forma – la producción de AMPc, la cual acetilaba a TORC – miembro de una familia de proteínas que actúa como co-activador de CREB – fosforilando a CREB.

El AMPc es una molécula envuelta en muchos procesos de activación y desactivación de la expresión de muchas proteínas, sin embargo, no está presente siempre, debe haber un desequilibrio en alguna vía metabólica para que se manifieste. Hollander encontró que miR-212 inhibía muchos genes que codificaban para represores de Raf1 la cual es la responsable de la acumulación del AMPc. En otras palabras, Raf1 sintetiza AMPc pero siempre se encuentra inactiva debido a que sus represores, como SPRED1, siempre se encuentran activos. miR-212 regula la expresión de SPRED1 (y otros inhibidores de Raf1) y el AMPc cíclico se produce. Esto se demostró usando un gen SPRED1 resistente a miR-212, el cual inhibía a Raf1 y no se producía AMPc.

Entonces, para no marearlos más, la sobre-expresión de miR-212 se da debido al consumo excesivo de cocaína. miR-212 inhibe a SPRED1 y Raf1 queda libre para hacer lo que le da la gana, en este caso, producir grandes cantidades de AMPc. El AMPc activa – mediante acetilación – a TORC, el cual es un co-activador de CREB. CREB está relacionado directamente con el sistema de recompensa del cerebro, cuanto más CREB hay, el cerebro siente menos recompensa ante el consumo de cocaína y necesita de más para sentir placer. Esto se convierte en un círculo vicioso, porque, nuestro cerebro siente cada vez menos placer y necesita de más droga, o también, siente que una determinada cantidad de droga en el cerebro es normal y su ausencia provocará un desequilibrio y una necesidad por suplir esa carencia.

Ojo, cabe resaltar que este estudio fue hecho en ratas, pero, ha dado grandes respuestas y posibles mecanismos para tratar la adicción a la cocaína y otras drogas. Si se pudiera controlar la expresión de miR-212, se podría controlar la ansiedad, o por lo menos, mantenerla en ciertos valores que no lleven al uso excesivo de la misma.

Referencia:

Hollander, J., Im, H., Amelio, A., Kocerha, J., Bali, P., Lu, Q., Willoughby, D., Wahlestedt, C., Conkright, M., & Kenny, P. (2010). Striatal microRNA controls cocaine intake through CREB signalling Nature, 466 (7303), 197-202 DOI: 10.1038/nature09202

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Foldit! en la carátula de Nature

Hace un par de años salió a la luz el primer juego bioinformático llamado Foldit. Este juego consiste en plegar proteínas, mover las estructuras alfa hélice, beta plegadas, residuos polares, apolares, hidrofílicos e hidrofóbicos, de tal manera que la proteína adquiera su configuración terciaria óptima, termodinámicamente estable. Foldit, más que un juego, es un programa bioinformático de visualización y modificación de estructuras proteicas. Hay muchos programas para ver y visualizar proteínas (Cn3D, Swiss PDB Viewer, etc…), sin embargo, Foldit te da puntaje por correctos plegamientos que te permiten subir en el ranking, además puedes formar grupos y redes con otros jugadores, que en su mayoría, son biólogos de todas partes del mundo.

Y por si fuera poco, con jugar Foldit no solo te estás entreteniendo y aprendiendo a usar una importante herramienta bioinformática, sino, estás colaborando con la comunidad científica mundial. ¿Como? Cada día se secuencian muchas proteínas en el mundo, sin embargo, no de todas se ha podido determinar su estructura 3D (terciaria), debido a su dificultad para ser cristalizadas, el cual es un requisito indispensable para determinar su configuración mediante la difracción de rayos X. Las secuencias aminoacídicas que conforman una proteína son plegadas de acuerdo a proteínas similares, según su relaciones filogenéticas y dominios conservados. Mediante Foldit, tu podrás plegar una proteína hasta encontrar una forma termodinámicamente estable, te darán más puntos cuanto más estable sea; y recuerda que no sólo eres tú, son miles de personas que juegan Foldit, así que una misma proteína será plegada de miles de formas diferentes, tal vez una de ellas sea la correcta. Este trabajo antes se hacía de manera individual, un biólogo molecular se pasaba años tratando de determinar la estructura tridimensional de su proteína estudiada, ahora, este proceso es mucho más rápido.

Y de seguro el objetivo principal de Foldit se ha cumplido, o se está cumpliendo, ya que esta semana fue aceptado el primer artículo científico de Foldit en la prestigiosa revista Nature. Y no sólo eso, está compitiendo para ser la portada del número en el que será publicado, todo un honor para cualquier científico del mundo. La imagen que ha sido diseñada y propuesta para enviarlo a Nature es la siguiente:

Esta imagen está hecha con las fotos de perfil de toda la comunidad de Foldit!. Si eres miembro de Foldit, necesitan de tu aprobación [http://fold.it/portal/node/987940] para que tu foto de perfil aparezca en la imagen que será mandada a Nature.

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Atlas de anticuerpos y proteínas

Tal vez muchos ya los conozcan, pero de todas maneras les alcanzo este par de recursos. El atlas de las proteínas humanas [http://proteinatlas.org/] muestra la expresión y localización de nuestras proteínas en una gran variedad de tejidos, tanto sanos como cancerosos. Las imágenes fueron tomadas usando técnicas de marcaje de proteínas como la inmunohistoquímica y la inmunofluorescencia. Actualmente este atlas cuenta con más de 11200 anticuerpos y más de 9.1 millones de imágenes.

La interfaz es bastante sencilla de manejar, te puede redirigir rápidamente a su acceso en UniProt, NCBI o EMBL, además muestra que tipo de proteína es (si es de membrana, si es plasmática o es una enzima), también nos muestra el anticuerpo para cada proteína (en caso que la tuviera).

Se espera que para el 2014 se termine el Proteoma Humano. Esto abriría muchas posibilidades, a parte de complementar lo que conocemos del Genoma Humano. Conocer a detalle cada una de las proteínas de nuestro organismo nos ayudaría determinar cuales son las que se expresan o influyen en el desarrollo de ciertas enfermedades autoinmunes o hasta en el mismo cáncer, se podría diseñar anticuerpos específicos y marcarlos con fármacos o radiofármacos para hacer mas efectiva y específica la quimio y la radioinmunoterapia.

Para los que les gusta la bioinformática, un lugar para entretenerse un buen rato.

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