La mosca de la fruta se beneficia de la promiscuidad de su pareja

Todo en la vida es una competencia, y las moscas de la fruta (Drosophila melanogaster) son las más conscientes de ello. En un estudio publicado hoy en PNAS, científicos del Departamento de Genética y Biología Molecular de la Universidad de Cornell, demostraron que los machos de la mosca de la fruta tienen la capacidad de adaptar la composición proteica de su semen para tomar ventaja de los efectos beneficiosos de una eyaculación previa hecha por otra mosca .

La promiscuidad, en algunos casos, podría llegar a ser una buena estrategia evolutiva por parte de las hembras, ya que al tener muchas parejas sexuales, aumenta la competencia entre los espermatozoides de los diferentes machos que la copularon, incrementando así sus probabilidades de ser fertilizada y dejar una buena descendencia. Sin embargo, para el macho, la promiscuidad puede ser tanto una oportunidad como un problema.

Lo que pasa es que el semen no sólo carga los espermatozoides —los encargados de transportar el material genético del macho—, sino también porta unos factores que influyen en la fisiología y comportamiento post-copulatorio de la hembra. La promiscuidad sería una oportunidad para el macho cuando estos factores favorecen la movilidad de los espermatozoides, promueven el almacenamiento del esperma y bloquean la acción del sistema inmune para que no los mate; pero sería un problema cuando estos factores, además, inhibieran los deseos de la hembra de aparearse nuevamente.

Por muchos años, los científicos creían que los fluidos seminales de un macho podían incapacitar el esperma de los machos rivales, dándoles una gran ventaja competitiva. Se llevaron a cabo una serie de experimentos pero ninguno daba resultados concluyentes. Hasta que en el 2008, Luke Holman aisló los fluidos seminales de una D. melanogaster y usando moléculas fluorescentes observó el efecto que tenía sobre la viabilidad de  su propio esperma y sobre el esperma de un rival, demostrando que, en ambos casos, ésta viabilidad aumentaba considerablemente.

Por otro lado, en el año 2000 Chapman et al. identificaron una proteína del fluido seminal llamada Acp36DE, la cual estaba involucrada con el almacenamiento del esperma en el tracto reproductivo de la D. melanogaster hembra. Para demostrar esto, los investigadores usaron dos tipos de moscas de la fruta mutantes, las cuales sólo producían el fluido seminal sin los espermatozoides. Uno de los tipos expresaba la proteína Acp36DE y el otro tipo no. La descendencia de una D. melanogaster ♂ normal era mayor cuando la hembra había sido previamente fertilizada por la mosca mutante que sí expresaba la proteína Acp36DE.

Estos dos trabajos nos proveen de evidencias sustanciales para pensar que las moscas de la fruta aprovechan de la eyaculación de los rivales para beneficiar su propio esperma. Si este fuera el caso, la mosca rival ya no tendría la necesidad de producir estos factores beneficiosos y, más bien, usaría esa energía para producir más espermatozoides o generar más movilidad para aumentar sus chances de dejar más descendencia. En otras palabras, ¿la mosca de la fruta tendrá la capacidad de modificar los componentes de su esperma para explotar los beneficios dejados por la eyaculación previa de un rival? Es precisamente esto lo que Laura K. Sirot y sus colaboradores de la Universidad de Cornell trataron de demostrar.

En primer lugar, las moscas de la fruta ♂ saben si sus parejas son o no vírgenes (tienen esa habilidad que tal vez muchos quisieran tener), y se ha demostrado que cuando son vírgenes hacen mayores esfuerzos al momento de cotejarlas que cuando no lo son. Esto se debe a la acción de las feromonas.

En segundo lugar, existen dos factores presentes en el fluido seminal de las moscas de la fruta ♂: la ovulina y el péptido sexual. La ovulina está involucrada directamente con la fecundidad de la hembra ya que promueve la ovulación y su efecto dura hasta por 24 horas después del apareamiento. El péptido sexual mantiene la oogénesis pero inhibe la receptividad de las moscas hembra.

Los investigadores observaron que el efecto de la ovulina se daba sólo en las moscas vírgenes y no en las previamente fertilizadas. Es por esta razón que los machos rivales que se aparean después con la hembra, ya no producen la ovulina en su esperma (no tendría ningún sentido hacerlo, ya que la fecundidad seguirá siendo la misma). Sin embargo, los niveles del péptido sexual en el esperma se mantienen iguales tanto en los machos que se aparean con hembras vírgenes como con hembras que ya fueron fertilizadas previamente.

En otras palabras, los machos que se aparean después se aprovechan del efecto de la ovulina depositada por el primer macho que se apareó con la hembra virgen, permitiéndole reducir los costos energéticos del apareamiento y guardar las proteínas del fluido seminal para cuando verdaderamente lo requiera. Tal vez las hembras tengan un límite fisiológico que no les permite generar más huevos, así que sería en vano aumentar los niveles de ovulina si la cantidad de huevos seguirá siendo la misma. Por otro lado, las moscas tratan de asegurar su paternidad manteniendo constante los niveles del péptido sexual para así inhibir la receptividad de la hembra.

Los investigadores no han podido explicar como hace la mosca para reducir los niveles de expresión de una proteína de manera específica. Pero, sin dudas que esta estrategia de la mosca de la fruta es bastante compleja, de repente hay otros factores en el fluido seminal que también se ven afectados, de manera específica, cuando la mosca se aparea con una hembra virgen que con una hembra previamente fertilizada.

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Referencia:

Sirot, L., Wolfner, M., & Wigby, S. (2011). Protein-specific manipulation of ejaculate composition in response to female mating status in Drosophila melanogaster Proceedings of the National Academy of Sciences DOI: 10.1073/pnas.1100905108

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La Fórmula 1 celular

Ayer se corrió el GP de Mónaco, una de las carreras más importantes del calendario de la Fórmula 1 y, sin lugar a dudas, fue la mejor en lo que va del campeonato. Desde muy chico he sido seguidor de la F1. Ahora, imagínense lo que siente un biólogo como yo al saber que este año se llevará a cabo, por primera vez en la historia (de la biología celular), una Carrera Mundial de Células.

¿Cómo puede ser posible esto? A pesar que muchos crean que las células no se mueven, que sólo permanecen estáticas en un lugar fijo, hay muchas que si lo hacen, mediante un proceso conocido como migración celular. La migración celular se da por muchos factores, por ejemplo, la concentración de nutrientes, el estrés fisiológico, los agentes infecciosos que entran al organismo, entre otras; y los científicos han tratado de entender las bases bioquímicas y moleculares de este proceso, a través de la identificación de genes, proteínas y factores de señalización involucrados con la migración celular.

Como la mayoría de las células no tienen patitas para moverse ni flagelos para propulsarse —tal como algunas bacterias y los espermatozoides— se valen de la deformación de su membrana celular y moléculas que les permiten adherirse y liberarse de la superficie por donde se mueven. Muchos científicos, de diferentes centros de investigación y laboratorios del mundo, han identificado los factores involucrados en este proceso, los cuales generan la fuerza necesaria para que las células se deformen y se muevan.

Sin embargo, cada grupo de investigación puede haber identificado distintos factores que favorecen o inhiben la migración celular, a partir de las cuales, habrán elaborado sus propios modelos e hipótesis que tratan de explicarlo. Otros habrán identificado genes, factores de transcripción o señalización y hasta algún componente químico que favorece la migración celular. Así que ésta inusual carrera servirá para eso, para que los científicos tengan la oportunidad de comparar sus modelos y discutir sus hipótesis, para así poder interpretar mejor cómo se da este importante proceso.

La "pista de carrera" será un microcable recubierto de fibronectina, proteína de la matriz extracelular a la cual se adhieren las células, y que además tiene un papel importante en la migración celular. Esta pista de carrera es producida por la compañía Cytoo y estará rodeada de una sustancia citofóbica, para evitar que las células queden pegadas al medio o se vuelvan más lentas. Habrán dos tipos de pista de carrera, una de 4um y otra de 12um, para que células de diferente tamaño y estrategia de migración puedan competir.

Tal como en la F1, los ingenieros hacen modificaciones a los autos para que sean más rápidos o tomen mejor las curvas (mejorar la performance), los científicos también podrán mejorar sus células a través de modificaciones genéticas. Así que las células mutantes súperveloces están permitidas. Lo que si no está permitido es que la célula porte 'pilotos', o sea, no pueden estar contaminados con virus ni micoplasmas ni cualquier otra bacteria parásita o simbionte, porque podría infectar a sus competidores y hacer trampa.

Cabe resaltar que el medio de cultivo donde será instalada la pista de carreras no tendrá ningún aditivo más que penicilina y estreptomicina, para evitar el crecimiento de bacterias contaminantes. Así que la célula que competirá deberá valerse de sus propios medios, de su propia carga genética; ningún factor de transcripción o señalización externo podrá ser usado.

La carrera será grabada —aunque dudo mucho que sea transmitida en vivo y directo— por un microscipio "Eclipse Ti" de Nikon el cual capturará una imagen cada 10 minutos durante 24 horas. Los núcleos de la célula serán teñidos con una sustancia fluorescente para hacer el seguimiento de la carrera, y será el núcleo y no la membrana celular quien determinará al ganador. La célula más rápida será aquella que cubra los 100um de distancia en un menor tiempo.

Finalmente, los ganadores será anunciados en la reunión anual de la Sociedad Americana para la Biología Celular, a fines de año en Denver (Colorado-USA).

Para participar visiten la página oficial de la carrera: http://www.worldcellrace.com/index.php

Actualización (30/05/11, 18:07):

Aquí un video para que se hagan la idea como es la carrera:

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Las críticas que cayeron sobre las bacterias del arsénico

Hace unos seis meses hablamos en el blog del controvertido descubrimiento hecho por investigadores del Instituto de Astrobiología de la NASA, liderados por la Dra. Felisa Wolfe-Simon, en el cual sugerían que unas bacterias aisladas del Lago Mono en California tenían la capacidad de reemplazar al fósforo —uno de los seis elementos químicos fundamentales de los organismos vivos— por el arsénico, en muchas biomoléculas, incluso en el ADN.

Las críticas empezaron a invadir la web a tan sólo a horas de haber sido anunciado el descubrimiento en una conferencia de prensa donde la gente esperaba que la NASA anuncie algo que en realidad cambiaría la forma como estudiamos la astrobiología, tal vez, el descubrimiento de algún marcianito por ahí. Pero, lo que Wolfe-Simon et al. publicaron en Science, fue algo más controvertido para el mundo biológico, ya que cambiaba algo que se daba por sentado para que la vida pueda ser como hoy la conocemos. Por esta razón, muchos investigadores se mostraron su escepticismo abiertamente  y empezaron a criticar el artículo. Aquí haremos un recuento de las principales críticas.

Niveles de fósforo requeridos por la bacteria para vivir

Wolfe-Simon et al. demostraron que sus bacterias (GFAJ-1) usaban el As en vez del P cuando vieron que el crecimiento de las bacterias fue significativamente superior en un medio de cultivo con arsénico y sin fósforo (As+/P-) que en un medio sin ninguno de los dos componentes (As-/P-).

Según James B. Cotner de la Universidad de Minnesota y  Edward K. Hall de la Universidad de Viena, Wolfe-Simon y sus colaboradores asumieron que el contenido de P encontrado en las bacterias que crecieron en el medio de cultivo As+/P- (0.02% ± 0.01%) está por debajo del 1% – 3% de P requerido típicamente por una bacteria heterotrófica como lo es GFAJ-1. Pero, estos valores no serían buenos referentes ya que representan los niveles de P obtenidos en bacterias intestinales (E. coli) que fueron cultivados en medios ricos en P (de 0.013 a 1.3 mM), las cuales, además, tienen tasas de crecimiento entre 80 a 280 veces más rápidas que las GFAJ-1, por lo tanto requerirán de mayor cantidad de P.

Por otro lado, Cortner & Hall también cuantificaron los niveles de P requeridos por bacterias aisladas de ecosistemas acuáticos, encontrando que la mayoría tenía un 0.5% de P, y hasta se pudo encontrar algunas bacterias que tenían tan sólo 0.03% de P. Concluyendo que si bien los valores obtenidos por Wolfe-Simon son bajos, caen dentro del rango encontrado en bacterias de ecosistemas acuáticos, sobre todo en aquellas que viven en ambientes donde los niveles de P son limitantes.

La microbióloga Rosie Redfield de la Universidad de la Columbia Británica, la principal detractora tanto científica como personal de Wolfe-Simon, cree que los niveles de P encontrados en los medios de cultivo As+/P- debido a las impurezas de los reactivos usados para prepararlos (~3.1uM), pueden ser más que suficientes para promover el crecimiento de las GFAJ-1 y no necesariamente es el As el responsable de dicho crecimiento.

Schoepp-Cothenet et al. también hacen la misma observación, y es que a pesar que hay 10,000 veces más As que P en el medio de cultivo, la bacteria sólo tiene en su interior 3 veces más As que P. Así que ellos creen que la bacteria usa las trazas de P del medio para poder crecer, esto sumado a que su división celular es lenta (cada 2 días), permitiéndole tener un tiempo más que suficiente para poder capturar las pequeñas cantidades de P y usarlo para su crecimiento. 

Los investigadores húngaros István Csabai y Eörs Szathmáry también critican que Wolfe-Simon et al. no hayan calculado los niveles mínimos de P requeridos por GFAJ-1 para poder vivir, tal vez el 0.019% encontrado en las que crecieron en el medio As+/P- era suficiente para ello.

Además, la Dra, Patricia L. Foster de la Universidad de Indiana explica que E. coli y muchas otras bacterias tienen dos formas principales de asimilar el P: a través del sistema Pst (transportador específico de fosfato), el cual asimila el P cuando los niveles de fosfato son bajos; y a través del sistema Pit (transportador de fosfato inorgánico), el cual tiene una baja afinidad por el P, pero está activo todo el tiempo. Cuando se cultiva a E. coli en As, se incrementa la asimilación de P vía Pst, aunque el sistema Pit empieza a meter As al interior de la célula, envenenándola. Tal vez lo que Wolfe-Simon et al. hicieron al someter a sus bacterias al medio As+/P- fue seleccionar mutantes que perdieron el sistema Pit e incrementaron la capacidad del sistema Pst, permitiéndole asimilar más P, aprovechando las trazas que habían en el medio As+/P-.

Problemas con el ADN y su posible composición en base al As

Algo que a mi también me sorprendió cuando leí el artículo fue que Wolfe-Simon et al. no usaron kits de extracción y purificación de ADN comerciales, sino que usaron métodos fisicoquímicos tradicionales que son usados principalmente en laboratorios con bajos presupuestos (extracción por fenol:cloroformo). El problema con este método, según comenta Redfield, es que al precipitar el ADN con etanol —en la última fase del proceso— el precipitado (pelet) queda contaminado con impurezas de ARN y otras moléculas insolubles en etanol.

Sin embargo, para que las impurezas que podrían estar presentes en las muestras de ADN no afecten los estudios posteriores, Wolfe-Simon et al. limpiaron el ADN usando la electroforesis. Cargaron las muestras de ADN en un gel de agarosa y le aplicaron una corriente eléctrica. El ARN por ser más pequeño, migrará mucho más rápido que el ADN. Las proteínas, por ser más grandes, y otras moléculas insolubles no migrarán por el gel y se quedarán en el mismo donde fueron sembrados, de esta manera, el ADN se separará de todos sus contaminantes.

Pero, otro problema fue que Wolfe-Simon no purificó el ADN de los geles de agarosa —un procedimiento que no tarda ni 10 minutos con un kit comercial. Lo que hicieron fue secar el gel y analizar el ADN con las técnicas espectrométricas. Por esta razón no se sabe exactamente cuanto ADN puede haber en el pedazo de agarosa analizado y, tal vez, la cantidad de carbono obtenido con el cual hicieron algunos de los cálculos, correspondía en realidad a la agarosa y no al ADN.

Por otro lado, Stefan Oehler del Centro de Investigación de Biociencias Médicas Alexander Flemming de Grecia, cree que si Wolfe-Simon et al. hubieran hecho una centrifugación de gradiente de densidad, técnica que permitiría diferenciar al ADN con As del ADN con P,en base a su densidad (el ADN con As sería más pesado, por lo tanto, más denso que el ADN con P), tal vez le hubiera dado mayor contundencia a sus resultados.

David W. Borhani, estudiante del MIT, hace una interesante observación del gel donde se corrió el ADN. Como pueden ver en la figura, el ADN extraído de la bacteria que creció en el medio As+/P- tiene un  tamaño diferente y esta más limpio que el ADN de la bacteria que creció en el medio con As-/P+, el cual está degradado. Si el As es más inestable que el P, sería más probable observar al ADN de la bacteria del arsénico degradado. Además, las proporciones de As:C en las bacterias que crecieron en As+/P- es sólo el doble —y la 1/64 parte de la proporción de P:C— de las que crecieron en el medio As-/P+. Si el ADN de estas bacterias estuviera compuesta de As, las proporciones deberían ser más cercanas.

Inestabilidad del As

La forma biológicamente activa del As es el arsenato, tal como la forma activa del P es el fosfato. En forma de arsenato (As⁺⁵), el As puede fácilmente reemplazar al P en muchos aspectos bioquímicos y es ahí donde radica su toxicidad. Sin embargo, las condiciones fisiológicas del citoplasma de las bacterias (potenciales redox por debajo de 0mV/SHE) hacen que el As se reduzca y pase a su forma química de arsenito (As⁺³), la cual es biológicamente diferente al fosfato y no pasaría a integrar las principales biomoléculas del organismo. En cambio, el fosfato también puede pasar a fosfito, pero solo a partir de potenciales redox de –700mV/SHE, el cual está fuera del rango de las condiciones fisiológicas de las bacterias. Es por estas razones que Schoepp-Cothenet et al. creen que lo que Wolfe-Simon encontró fueron bacterias que pueden vivir con altas concentraciones de As en su interior (en forma de arsenito) y tal vez sean estas impurezas las que se apreciaron en los datos espectrométricos.

Steven A. Benner del Instituto Westheimer para la Ciencia y Tecnología calcula que el tiempo de vida media promedio de los enlaces arsenato-ADN al pH del interior de las bacterias es de aproximadamente un minuto, a diferencia de los ~30 millones de años de los enlaces fosfato-ADN. Para poder tener un ADN hecho a base de As se deben superar muchas barreras bioquímicas, principalmente, la cinética de la reacción de hidrólisis de los enlaces éster del arsenato con los nucleótidos, para ello deberían haber compuestos que estabilicen estos enlaces ya que el proceso de extracción de ADN y electroforesis es largo y estresante, sobre todo, los tratamientos fisicoquímicos (centrifugaciones, extracciones con solventes orgánicos, potenciales eléctricos, etc.).

Además, debemos recordar que el As no entra así por así, de manera directa, a reemplazar al P. Para que el As esté presente en el ADN, este debe ser introducido desde el momento en que se forman los nucleótidos (la unión de los grupos arsenato a las pentosas unidas a las bases nitrogenadas), pero, como el arsenato es sumamente inestable, sería casi imposible que llegue a soportar todo el proceso de síntesis. Para que pueda funcionar la hipótesis, el arsenato debería ser introducido a los nucleótidos a través de un mecanismo alternativo directo o con la ayuda de moléculas estabilizadoras.

Errores de cálculos y estadísticos

Csabai & Szathmáry también hacen un interesante comentario acerca de las posibles fallas al momento de hacer los cálculos. Wolfe-Simon dicen haber encontrado una tasa de As:P de 7.3 en el medio As+/P- y 0.002 en As-/P+, pero estos valores fueron obtenidos a partir de tasas promedio. Cuando Csabai & Szathmáry hicieron los cálculos en sentido inverso, o sea, calcularon la tasa de As:P a partir de la inversa de la tasa P:As [ya que matemáticamente As:P = 1/(P:As) = (P:As)^-1], la tasa de As:P ya no fue de 7.3, sino de 1.59.

Por otro lado, en los resultados publicados por Wolfe-Simon, muchas de las desviaciones estándar eran mayores al mismo valor promedio obtenido, por ejemplo, en la proporción de As en el peso seco de las bacterias, la cual era equivalente a 0.19%±0.25%. Esto quiere decir, que en algunas muestras no había nada de As. Y en cuanto a los análisis espectrométricos, las líneas bases de P son muy altas con respecto a la cantidad de P cuantificado en las muestras de ADN, lo que podría generar datos inexactos, ya sea subestimados o sobrestimados.

Conclusión

Como pueden, son muchas las observaciones que se le han hecho al trabajo, muchas de ellas bastante sólidas que deben ser resueltas o, por lo menos, explicadas por los autores para darle validez a la investigación. Entre las principales críticas tenemos los niveles de P presentes en las impurezas de los reactivos usados en la preparación de los medios de cultivo. Estos niveles, que de por sí son muy bajos, podrían ser más que suficientes para promover el crecimiento de las bacterias. Para ello faltaría determinar los niveles mínimos de P requeridos por GFAJ-1 para poder vivir y la forma como asimila tanto el As como el P.

Por otro lado, la inestabilidad del arsenato dadas las condiciones fisiológicas del citoplasma de las bacterias, hacen bastante improbable la presencia del As en diferentes biomoléculas, más aún el ADN. Esta barrera bioquímica es una de las más difíciles de superar.

Wolfe-Simon ha respondido a todas las críticas en su respuesta técnica también publicada ayer en Science. Los autores se mantienen firmes con sus datos y conclusiones, ya que todas las críticas han podido ser respondidas, alguna de ellas un poco forzadas. Sin dudas, hay resultados que deben ser corroborados en otros laboratorios por otros investigadores, para ello, se pueden solicitar muestras de la cepa GFAJ-1 (GFAJ1samplerequest@gmail.com), para que cada uno haga sus propios experimentos.

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Referencias:

Cotner, J., & Hall, E. (2011). Comment on "A Bacterium That Can Grow by Using Arsenic Instead of Phosphorus" Science DOI: 10.1126/science.1201943

Redfield, R. (2011). Comment on "A Bacterium That Can Grow by Using Arsenic Instead of Phosphorus" Science DOI: 10.1126/science.1201482

Schoepp-Cothenet, B., Nitschke, W., Barge, L., Ponce, A., Russell, M., & Tsapin, A. (2011). Comment on "A Bacterium That Can Grow by Using Arsenic Instead of Phosphorus" Science DOI: 10.1126/science.1201438

Csabai, I., & Szathmary, E. (2011). Comment on "A Bacterium That Can Grow by Using Arsenic Instead of Phosphorus" Science DOI: 10.1126/science.1201399

Oehler, S. (2011). Comment on "A Bacterium That Can Grow by Using Arsenic Instead of Phosphorus" Science DOI: 10.1126/science.1201381

Alberts, B. (2011). Editor's Note Science DOI: 10.1126/science.1208877

Borhani, D. (2011). Comment on "A Bacterium That Can Grow by Using Arsenic Instead of Phosphorus" Science DOI: 10.1126/science.1201255

Benner, S. (2011). Comment on "A Bacterium That Can Grow by Using Arsenic Instead of Phosphorus" Science DOI: 10.1126/science.1201304

Foster, P. (2011). Comment on "A Bacterium That Can Grow by Using Arsenic Instead of Phosphorus" Science DOI: 10.1126/science.1201551

Wolfe-Simon, F., Blum, J., Kulp, T., Gordon, G., Hoeft, S., Pett-Ridge, J., Stolz, J., Webb, S., Weber, P., Davies, P., Anbar, A., & Oremland, R. (2011). Response to Comments on "A Bacterium That Can Grow Using Arsenic Instead of Phosphorus" Science DOI: 10.1126/science.1202098

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Transformación directa de una célula de la piel en una neurona

Las transformaciones son muy comunes en nuestros días. Empezando por aquellas ‘mujeres que se sienten atrapadas en el cuerpo de un hombre’ y optan por el cambio de sexo. Si bien la operación es compleja, la cirugía plástica ha avanzado tanto que uno ya no puede distinguir —a simple vista y en la noche— a una mujer de uno que se volvió mujer. Pero, si hablamos a nivel celular, la cosa se complica aún mucho más.

El transformar una célula diferenciada en otra completamente diferente, conocido también como la transdiferenciación, es uno de los temas de investigación más importantes dentro de la biología celular y la medicina regenerativa de nuestros días. Dominar la transdiferenciación nos permitiría prescindir de las células madre embrionarias (ESC), cuyo uso se encuentra inmiscuido en un dilema ético, actualmente. Por otro lado, podríamos superar los problemas que traen consigo las células madre inducidas a pluripotencia (iPSC), quienes muchas veces pierden su capacidad de regenerar cualquier tejido y otras veces pueden generar tumores [Para ampliar esta información, leer mi artículo al respecto en Ciencias.pe].

Científicos norteamericanos, liderados por el Dr. Marius Wernig de la Escuela de Medicina de la Universidad de Stanford, han logrado transformar directamente células de la piel en un neuronas usando sólo cuatro factores de transcripción según reportaron hoy en Nature.

Los investigadores fueron inspirados por un artículo publicado el año pasado por Vierbuchen et al. en el cual reportaban haber conseguido transformar células del fibroblasto de ratones en neuronas, a través del uso de tres factores de transcripción —Ascl1, Brn2 (también conocido como Pou3f2) y Myt1l. Estas neuronas inducidas (iN) expresaban muchas de las proteínas específicas de las neuronas, generaban impulsos eléctricos (potencial de acción) y formaban conexiones neuronales (sinapsis) funcionales. En otras palabras, eran unas neuronas por donde se las mire.

En el presente estudio, el estudiante de post-doctorado Zhiping P. Pang usó los mismos factores de transcripción descritos por Vierbuchen (factores BAM), pero esta vez lo aplicó a las células madre embrionarias humanas (hESC). Pang y sus colaboradores demostraron que los mismos factores de transcripción usados en ratones funcionaban también en humanos, logrando obtener las neuronas inducidas a partir de las hESC. Además, observaron que a las 24 horas de haber sido inducidas, las células ya empezaban a expresar ciertas proteínas específicas de las neuronas, a los 3 días ya adquirían la forma y a los 6 días ya generaban impulsos eléctricos. Similares resultados se obtuvieron cuando repitieron el proceso en iPSC humanas (hiPSC).

Ahora, el siguiente paso era ver si este proceso podía ser aplicado en células ya diferenciadas. Para ello, Pang et al. usaron células del fibroblasto humano fetal y post-natal, a las cuales le aplicaron los factores BAM. Sin embargo, a los 10 días de la inducción, las células mostraban la morfología de una neurona inmadura, lo cual era extraño ya que en las hESC y las hiPSC, la diferenciación completa se obtuvo a la semana. Entonces, los investigadores llegaron a la conclusión que necesitaban de algo más para lograr la transdiferenciación de la célula del fibroblasto a la neurona.

Fue así que los investigadores probaron 20 factores de transcripción más en busca de aquel que favorecía el desarrollo de las neuronas en combinación con los factores BAM. Gracias a este experimento, Pang et al. encontraron que el factor que faltaba era NeuroD1. Para confirmar este resultado, Pang repitió el experimento, pero esta vez usando los tres factores de transcripción iniciales junto a NeuroD1. Dos semanas después, las células inducidas ya adquirían la morfología de una neurona. De 4 a 5 semanas después, las iN ya empezaban a formar neurofilamentos. Por otro lado, un análisis al mes de haber sido inducidas mostraba que las iN expresaban las principales proteínas, receptores y factores de transcripción de una neurona diferenciada. También observaron que las iN generaban impulsos eléctricos y sinapsis funcionales.

Como el proceso funcionó tanto en células del fibroblasto fetal (menos maduras) como en post-natal (más maduras), los investigadores se preguntaron si otro tipo de células más diferenciadas también podrían ser reprogramadas y transdiferenciadas a neuronas. Para ello usaron células del fibroblasto de la piel de un niño de 11 años y también observaron que éstas lograban transformarse en neuronas inducidas, con todas las propiedades descritas en las iN de los experimentos anteriores.

La diferencia encontrada con las iN de ratones fue que las iN humanas requieren de más tiempo para establecer las conexiones neuronales y la actividad sináptica. Sin embargo, el principal problema del trabajo fue que sólo del 2 al 4% de las células del fibroblasto tratadas se transdiferenciaron en neuronas, lo que quiere decir que por ahora el rendimiento y eficiencia del proceso es muy bajo. Pero, de mejorarse la técnica y aumentar este porcentaje, la solución a ciertas enfermedades cerebrales (neurodegenerativas) como el Alzheimer o el Parkinson, estarían a la vuelta de la esquina.

Por otro lado, si lo vemos a corto plazo, este método nos ayudaría a entender como se desarrolla nuestro intricado sistema nervioso y como se generan cada una de las conexiones neuronales.

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Referencia:

Pang, Z., Yang, N., Vierbuchen, T., Ostermeier, A., Fuentes, D., Yang, T., Citri, A., Sebastiano, V., Marro, S., Südhof, T., & Wernig, M. (2011). Induction of human neuronal cells by defined transcription factors Nature DOI: 10.1038/nature10202

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La migración más rápida y distante hecha por un ave

Las aves migratorias terrestres realizan vuelos que exigen de una gran resistencia de su parte, ya que al hacerlo deben atravesar nichos ecológicos inhóspitos como los casquetes polares, los desiertos y el mar abierto, hasta llegar a una región adecuada para alimentarse y reproducirse antes que llegue el invierno y nuevamente realizar la travesía a su lugar de origen. En un artículo publicado ayer en Biology Letters, científicos suecos descubrieron que la agachadiza real (Gallinago media), puede volar hasta por 96 horas seguidas —sin detenerse a comer o dormir— y llegar a cubrir más de 4,000 Km durante ese vuelo, siendo todo un record para el mundo animal.

Uno esperaría que cuando un ave hace un viaje migratorio sumamente largo, ésta haga paradas o escalas cortas para poder descansar, beber agua o tal vez tomar un pequeño refrigerio ‘de la lonchera’. Y es lógico pensar esto, porque cargar la cantidad de reservas energéticas que le permitan hacer un viaje tan largo sin escalas, tendría un costo considerable, tanto aerodinámico como energético.

Me explico… es como en la Fórmula 1. Los bólidos nunca van con el tanque lleno como para hacer todo el Gran Premio sin parar en los boxes. Esto porque al llevar más combustible se vuelven más pesados, por lo tanto más lentos, se pierde la aerodinámica y los alerones no cumplen bien sus funciones y las llantas terminan por desgastarse mucho más rápido. Así que para evitar estos problemas, prefieren ir con el tanque con poco combustible y las llantas más blandas, para así poder hacer vueltas más rápidas y sacar más ventaja para que cuando hagan sus paradas en los boxes tengan la ventaja suficiente como para volver a salir delante de todos.

Lo mismo ocurriría con las aves. Para hacer viajes tan largos sin hacer escalas tendrían que llevar una reserva energética bastante sustanciosa. La forma como los animales almacenan la energía es en forma de grasa. Así que el ave tendría sustanciales cantidades de grasa en el cuerpo, volviéndolas más pesadas. Durante los primeros kilómetros de vuelo, cuando aún el ‘tanque esta lleno’, el ave deberá hacer un mayor esfuerzo para volar y, por lo tanto, consumirá una mayor cantidad de energía, así que el vuelo no sería muy eficiente.

Sin embargo, los investigadores no han encontrado la respuesta a esta estrategia migratoria de la agachadiza real. Y lo que le pone más misterio al asunto es que, a diferencia de otras aves migratorias que también hacen recorridos extensos sin parar, como las limosas (“agujas”), quienes no pueden detenerse ya que sus rutas pasan a través del mar abierto, donde no hay lugares donde aterrizar; la agachadiza real tiene, en su ruta migratoria, muchos lugares adecuados donde detenerse a descansar y comer, pero no lo hacen.

Para determinar las rutas migratorias, las escalas, las distancias y el tiempo que permanecían volando, los investigadores suecos, liderados por el Dr. Raymond Klaasen de la Universidad de Lund, pusieron unas geolocalizadores en 10 agachadizas reales capturadas en las costas de Suecia, al norte de Europa. Al año siguiente, lograron capturar a tres de las diez aves y analizaron los datos del dispositivo (rojo, azul y verde en la figura).

Los viajes demostraron ser sumamente largos. las aves volaron sin parar desde Suecia hasta África Central en viajes de más de 4,480, 6080 y 6700Km, en 48, 72 y 84 horas sin parar. La velocidad promedio de cada viaje fue de unos 80Km/hr. Esto superó largamente a los 56Km/hr de la limosa, quien vuela 11,432Km —desde Alaska hasta Nueva Zelanda— en 9 días.

La imagen muestra los recorridos de las tres aves cuyos geolocalizadores fueron recuperados. La imagen de la izquierda muestra la migración de otoño desde Suecia hasta África Central y la imagen de la derecha muestra el retorno durante la primavera.

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Referencia:

Klaasen, R.H.G. et al. Great flights by great snipes: long and fast non-stop migration over benign habitats. Biology Letters. doi: 10.1098/rsbl.2011.0343

Vía | WiredScience.

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Los perros beben de la misma forma que los gatos

Hace algunos meses, científicos del MIT revelaron la forma en que los gatos beben los líquidos. Gracias al uso de cámaras de alta velocidad, pudieron observar que los felinos usan dos principios básicos de la física para poder beber: la adhesión de las moléculas del líquido y la inercia. La parte dorsal de la punta su lengua tiran del líquido hacia arriba, formando una columna ascendente —gracias a la fuerza de adhesión de sus moléculas. La inercia generada en este proceso ayudará a la columna a vencer la fuerza de la gravedad, para así seguir ascendiendo en dirección a su hocico. Finalmente, el gato cierra su boca y captura el líquido.

Pero, ¿por qué es tan compleja la forma en como beben los líquidos estos animales?

El problema radica en que los gatos —al igual que los perros— no tienen mejillas completas como nosotros, los cerdos o los caballos. Si bien nosotros contamos con nuestras manos para ayudarnos a beber los líquidos; si lo tuviéramos que hacer como si fuéramos una de estas mascotas, a partir de un recipiente horizontal, lo único que tendríamos que hacer es formar una especie de trompita con los labios y empezar a succionar el líquido. Los perros y los gatos no pueden hacer esto, así que se valen de sus lenguas para poder beber.

Muchos investigadores creían que los perros y los gatos tenían formas distintas de beber. Los gatos —como acabamos de explicar— usan la parte dorsal de la punta de sus lenguas para tirar del líquido verticalmente, formando una columna y capturándola al momento de cerrar el hocico. En cambio, los perros deberían usar sus lenguas a manera de cucharas ya que, en muchos de los videos que aparecen en la internet, se observaba que los canes meten su lengua mucho más profundo en el líquido, y luego, parecen enrollarla para capturarlo dentro de ella.

En un artículo que será publicado mañana (25 de Mayo) en Biology Letters, Alfred Crompton y Catherine Musinsky del Museo de Zoología Comparativa de la Universidad de Harvard, descubrieron que los perros usan la misma mecánica de los gatos para beber los líquidos. Esto lo pudieron determinar gracias al uso de cámaras de alta velocidad de rayos X.

X-ray video of lapping in a dog from AW Crompton on Vimeo.

Como pueden ver en la figura, los perros también son capaces de formar columnas de líquido con sus lenguas, las cuales ascienden hasta sus hocicos y son capturadas al cerrarlo. Pero, el video de rayos X nos da una visión más clara de lo que pasa dentro de la boca.

Primero, la columna de líquido es atrapada y presionada por la lengua contra el paladar, manteniéndolo ahí hasta que la siguiente columna de líquido sea atrapada. Cuando esto ocurre, el agua atrapada entre la lengua y el paladar es empujada hacia dentro, y el espacio dejado por ella es rellenado con la siguiente columna de agua capturada. Este proceso se repite cíclicamente y se necesita de al menos tres lengüetazos para pasar cada columna de agua atrapada.

Al filmar a los gatos usando también la misma técnica, los investigadores vieron que la mecánica era similar en los dos animales. Sin embargo, la única diferencia era que los gatos lo hacían de forma ‘más elegante’, mientras que el perro era más tosco y sucio, sus hocicos muchas veces quedaban empapados de líquido porque sus lenguas las sumergen mucho más profundo.

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Referencia:

Crompton & Musinsky. 2011. How dogs lap: ingestion and intraoral transport in Canis familiaris. Biology Letters http://dx.doi.org/10.1098/rsbl.2011.0336

Vía | Not Exactly Rocket Science & Nature News.

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¿Cuánta fuerza se necesita para estirar el ADN?

El ADN es una verdadera obra de arte del mundo natural. Tan sólo está formado por 6 moléculas diferentes —4 bases nitrogenadas, un azúcar pentosa y un grupo fosfato— y es capaz de construir a un ser vivo por completo. El ADN está formado por dos cadenas de nucleótidos complementarias. Cada nucleótido está formado por una base nitrogenada, una pentosa y un grupo fosfato, donde la Adenina y la Citosina de una cadena se emparejará con la Timina y la Guanina de la otra, respectivamente.

El ADN no es una cadena lineal, sino tiene una forma helicoidal. El ADN es tan largo que debe enrollarse y empaquetarse de tal manera que sea capaz de caber dentro de cada célula (en el núcleo, si es eucariota). Es por esta razón que, dentro de las células, el ADN está constantemente sujeto a torsiones, estiramientos, dobleces y separación de las cadenas complementarias, la cual es realizada por una gran variedad de proteínas para que así la maquinaria de replicación y transcripción del ADN puedan hacer su trabajo.

Entonces, para poder entender este esencial proceso biológico, primero debemos saber a qué fuerzas mecánicas se encuentra sujeto el ADN y cómo hace para lidiar con ellos.

Durante las dos últimas décadas, se han realizado muchos trabajos tratando de entender las propiedades elásticas del ADN. Uno de los pioneros fue el reconocido biólogo peruano Carlos Bustamante de la UC Berkeley, quien junto a sus colaboradores determinaron que el ADN necesitaba una fuerza de ~65pN (picoNewton = 10^-12 Newton) para alcanzar su longitud máxima, que era un 70% más grande de lo normal (la forma B del ADN).

Estos estudios se hicieron gracias al desarrollo de las pinzas ópticas. Esta técnica se basa en el uso de un rayo láser para ejercer una fuerza atractiva o repulsiva en el orden de los picoNewton. Lo que se hace primero es ‘pegar’ cada extremo de la molécula de ADN un par de esferas microscópicas hechas de poliestireno y recubiertas de estreptavidina. Para ello, las moléculas de ADN deben tener unido a cada uno de sus extremos una molécula de biotina (ADN biotinilado). La biotina y la estreptavidina forman uno de los enlaces químicos más fuertes que se conocen hasta la actualidad. Finalmente, el láser jalará y estirará la molécula de ADN.

Y para que capten mejor la idea… en video:

Sin embargo, los modelos matemáticos propuestos por Bustamante, Wang, Marko, entre otros, los cuales se basaban en el Modelo de Cadena Tipo Gusano (WLC), el cual es muy usado en la física para determinar la elasticidad de los polímeros, considerando al ADN como una varilla homogénea y rígida, no puede explicar el comportamiento de la molécula de ADN a fuerzas superiores a los 35pN.

La falla en el modelo WLC se debe a que no se considera a la estructura helicoidal y la secuencia del ADN como un factor importante en su elasticidad. Esto se debe a que la unión entre una Adenina y una Timina será más débil que una Guanina y una Citosina, por que la primera tiene sólo dos puentes de hidrógeno, mientras que la segunda tiene tres. Por otro lado, tampoco se consideró la extensión y torsión del ADN —dos principales parámetros de elasticidad— de manera acoplada, aunque, cómo afecta ello a la elasticidad aún no ha podido ser determinado.

En la figura vemos lo que pasa a medida que aumenta la fuerza de estiramiento sobre la molécula de ADN. La línea azul es lo que se esperaría si el ADN se comporta bajo el modelo de cadena tipo gusano (WLC). Sin embargo se observa que aproximadamente a los 35pN, el comportamiento del ADN se desvía del modelo WLC (línea negra, I, morado), y a los 65pN, el comportamiento del ADN se hace irregular (línea negra, II, celeste) y es porque las dos hebras complementarias se van separando (“unpeeling”) debido al sobre-estiramiento. El cuadro chiquito muestra el proceso inverso, cuando la fuerza de estiramiento de reduce y las hebras complementarias se vuelven a emparejar.

Estos datos de gran resolución y exactitud fueron obtenidos por Gross et al. usando también las pinzas ópticas, además de moléculas afines por el ADN de hebra simple marcadas con fluorescencia para hacer un seguimiento mientras las hebras complementarias se iban separando. Gracias a estos datos pudieron elaborar un modelo matemático que se ajustó más al comportamiento experimental de la molécula de ADN sometida a un sobre-estiramiento, corrigiendo las falencias que tuvo el modelo WLC. Los resultados fueron publicados ayer en Nature Physics.

Para terminar, y hacer un breve resumen ya que me parece que el artículo estuvo un poco denso, Gross et al. lograron desarrollar un modelo matemático más preciso ya que consideraron tanto la estructura helicoidal de la cadena de ADN como las secuencias de nucleótidos. Estas dos características son muy importantes ya que en ellas se basan las interacciones de ADN con proteínas como los factores de transcripción, helicasas, topoisomerasas, etc., las cuales necesitan estirar, abrir, doblar, torcer el ADN para ejercer su función.

El ADN se empieza a estirar ni bien se le aplica una fuerza muy débil sobre ella. Luego, pasa a tener un comportamiento típico elástico (a partir de los ~5pN), en el cual se requiere más fuerza por unidad de longitud hasta que empieza a adquirir otro tipo de comportamiento, cuando se alcanza los 35pN, que es cuando la molécula de ADN empieza a alcanzar su longitud de persistencia (longitud máxima promedio en la cual el ADN se vuelve una cadena rígida). Finalmente, a partir de los 65pN una de las hebras complementarias (la que no está sujeta a la esfera) empieza a liberarse, formando una estructura secundaria. Este proceso es reversible, ya que a medida que se reduce la fuerza de estiramiento, la cadena de ADN regresa a su estado original.

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Referencia:

Gross, P., Laurens, N., Oddershede, L., Bockelmann, U., Peterman, E., & Wuite, G. (2011). Quantifying how DNA stretches, melts and changes twist under tension Nature Physics DOI: 10.1038/nphys2002

Esta entrada participa del XIX Carnaval de la Física cuyo anfitrión es Scientia.

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La nueva y la vieja generación de BioUnalm

Tal vez BioUnalm sea más conocido como un blog, pero, dentro de la Universidad Agraria, es una agrupación de estudiantes que lleva casi 5 años de constante trabajo. Una de las cosas que caracteriza a BioUnalm es que los lazos de camaradería que se generan son fuertes y trascienden más allá de los 5, 6, 7, 8, … años que dure la carrera.

El día de ayer (Sábado 21), hubo una bonita reunión donde nos encontramos muchos de los que formamos, los que forman y los que formarán parte de BioUnalm, así que haremos un breve recuento fotográfico —un poco nostálgico— de todos los que formamos parte de esta gran agrupación:

1ra Generación

2da Generación

3ra Generación

Generación Actual (22 de Mayo, 2011)

Las puertas siempre están abiertas para formar parte de BioUnalm.

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El Dogma Central de la Biología en aprietos—El ARN mensajero no hace caso al gen que lo codifica

Bueno, este artículo que fue publicado hoy en Science ha vuelto a remecer a la comunidad científica, tal como lo hizo el artículo de las bacterias del arsénico, también publicado en Science a fines del año pasado. Y no es para más, de corroborarse los resultados, cambiaría la forma en la que estudiamos los genes, su relación con las enfermedades, el desarrollo del cáncer, en fin, una gran parte de la biología molecular.

Vamos por partes. El ADN es el que porta la información genética que sirve como un manual de instrucciones para construir todos los componentes que conforman cada una de las células de nuestro cuerpo. Pero, el ADN no hace este trabajo por sí solo, antes debe ser transcrito a un intermediario, quien será el encargado de transferir la información contenida en los genes a la maquinaria especializada en convertirla en proteínas. A este intermediario se le conoce como el ARN mensajero (ARNm) y la maquinaria que la ‘traduce’ a proteína se le conoce como ribosoma.

Según el Dogma Central de la Biología Molecular, el ARNm refleja —de manera precisa— la información contenida en los genes, ya que la secuencia de aminoácidos que conforman cada proteína que será traducida a partir del ARNm, están determinadas por las secuencias de ADN (genes), en base al código genético.

Sin embargo, existen algunas excepciones donde el ARNm no refleja lo que dice la secuencia de ADN que lo originó. Entre estas excepciones encontramos: los producidos por errores al momento de transcribir el ADN a ARNm; los producidos por la edición de las moléculas de ARNm a través del splicing, donde se eliminan regiones del ARNm que no deben llegar a traducirse a proteínas (intrones), y los producidos por las enzimas que modifican algunos nucleótidos del ARNm a través de desaminaciones (Ej.: La enzima ADAR que desamina la Adenosina y la convierte en Inosina, la cual es reconocida por el ribosoma como una guanosina, o sea, hay un cambio de base de A por G). 

Además, debido a que la ARN polimerasa —la enzima que se encarga de transcribir ADN en ARNm— tiene la capacidad de detectar errores en la transcripción y poder repararlos (también conocido como ‘proofreading’), este tipo de excepciones son poco frecuentes. Por otro lado, el splicing no cambia la secuencia de nucleótidos del ARNm, sino, elimina determinadas porciones para que no sean traducidas a proteína, y las que permanecen en el ARNm (exones), mantienen la misma secuencia de la cual fueron originados.

Por otro lado, las enzimas como ADAR y APOBEC —la cual cambia la C por U— no son muy comunes y sólo se limitan a editar las secuencias de ARNm de determinados genes y en determinados tejidos, como aquel que codifica para la apolipoproteína B.

En el trabajo publicado hoy en Science, un grupo de investigadores liderados por la Dra. Vivian Cheung de la Escuela de Medicina de la Universidad de Pennsylvania, reportaron haber encontrado más de 10,000 regiones en las cuales las bases del ARNm no correspondían a las bases del ADN que la codificaron, y muchos de estos ARNm llegaban a codificar proteínas, las cuales portaban estos cambios en sus secuencias de aminoácidos, incluso, algunos eran más grandes o más pequeños que los originales, debido a que las secuencias de término (codones STOP) eran modificados a causa de los cambios en los nucleótidos del ARNm.

Lo que hicieron Cheung y sus colaboradores fue obtener las secuencias de ADN y ARNm de un tipo de glóbulos blancos (los linfocitos B) de 27 personas diferentes, las cuales forman parte de los proyectos “1000 Genomes” e “International HapMap”. Luego, compararon cada una de las secuencias de ARNm con sus respectivas secuencias de ADN de las cuales se originaron, encontrando más de 28,000 diferencias en al menos 10,000 regiones exónicas diferentes (~4,700 genes conocidos), de los cuales, el 71% de estos cambios no eran sinónimos (al traducirse provocaba el cambio de un aminoácido por otro, muchas veces con propiedades químicas diferentes)

Para dar una mayor robustez a los datos y evitar que estos se deban a errores en el secuenciamiento, sólo fueron consideradas aquellas diferencias que se presentaban en al menos dos individuos diferentes y en más del 10% de los ‘reads’ de cada nucleótido [Ver cobertura de secuenciamiento]. Además, los investigadores mandaron a secuenciar, en distintos laboratorios, regiones del ADN que eran monomórficas (no varían entre un individuo y otro), para corroborar que todos obtuvieran las mismas secuencias, sin errores.

Bueno, como mencioné algunos párrafos atrás, las diferencias entre las secuencias de ARNm y el ADN del cual se originaron pueden deberse a distintas causas; sin embargo, estas no pueden explicar muchos de los cambios encontrados por Cheung et al. Por ejemplo, si descartamos los cambios que pueden ser explicados por la acción de las enzimas ADAR y APOBEC (A->G y C->T), aún así hay una gran cantidad de cambios (~43%) que no pueden ser explicados por algún otro mecanismo, principalmente las transversiones —cambio de una purina (A o G) por una pirimidina (C o T) o viceversa.

Otro dato importante que respalda los descubrimientos de Cheung y sus colaboradores es que estos cambios no sólo se encontraron en los linfocitos B, también se podían encontrar en las células de otros tejidos como de la epidermis, del cerebro, de los testículos, embrionarias y hasta cancerosas. Por otro lado, los investigadores también encontraron dichos cambios en secuencias de otras personas —fuera de los 27 individuos que formaron parte del estudio— a través del uso de secuencias EST disponibles en las bases de datos genéticas.

Pero, ¿estos ARNm cambiados llegarían a codificar proteínas?. Para responder a esta pregunta, los investigadores hicieron un análisis proteómico. Para ello, Mingyao Li —autor principal de la investigación— usó la espectrometría de masas acoplada a una cromatografía líquida para separar e identificar cada péptido y proteína presente en los linfocitos B. Los resultados mostraron que habían péptidos cuya secuencia de aminoácidos no correspondía al gen del cual fueron codificados, sino al ARNm modificado que fue traducido. En algunos casos, la proteína resultante era mucho más grande que la original, tal vez por que el cambio en el ARNm suprimió el codón de terminación y la traducción continuó hasta encontrar otro codón de terminación, generando una proteína con 55 aminoácidos de más (la RPL28).

Las Diferencias de ARN-ADN (RDD: RNA-DNA Differences) no estaban distribuidas uniformemente a lo largo del genoma. Por ejemplo, el cromosoma 19 era el que tenía más RDD, mientras que el 13 era el que tenía menos. Los investigadores también encontraron un patrón: los RDD eran bastante comunes en los genes que juegan roles importantes en la función helicasa y de unión a proteínas y nucleótidos. También se encontraron diferencias en su distribución dentro de los genes: la mayoría se encontraban en los exones codificantes (44%) y en las regiones no traducidas del extremo 3’ (39%).

Pero, no todos los ARNm eran diferentes a las secuencias de ADN que los originaban. En un determinado RDD, en promedio, el 20% de los ARNm eran diferentes, mientras que los demás eran transcritos de manera precisa. Sin embargo, habían algunas secuencias donde casi todos los ARNm eran diferentes al ADN correspondiente, por ejemplo, en el gen que codifica la enzima DCP1A. En otros genes, como en el que codifica para la proteína Ras RHOT1, había diferencias significativas a nivel de individuos: en una persona el nivel de ARNm modificado era del 18% mientras que en otra era del 90%.

Estas diferencias en los niveles de expresión de los RDD nos pueden dar pistas para encontrar las causas de ciertas patologías que no han podido ser explicadas a través de los estudios a nivel genético; ya que, al final, el responsable de la expresión de una proteína buena o defectuosa no es el ADN, sino el ARNm. Entonces, tal vez sea más importante hacer estudios transcriptómicos que estudios genómicos al momento de buscar diferencias entre una persona sana y una enferma.

Sin embargo, Li y sus colaboradores no han podido encontrar la respuesta sobre el origen de estos cambios en el ARNm con respecto a su ADN molde. Tal vez hay aspectos, tanto a nivel transcripcional como pos-trancripcional que por ahora desconocemos. Por ello, los investigadores se dedicarán a buscar este mismo fenómeno en otras especies, para ver si este mecanismo de edición del ARNm es universal, o sólo se da en ciertos grupos de organismos.

De lo que si estoy seguro es que esta investigación dará que hablar durante los próximos días. Sólo han pasado unas horas desde que fue publicado este artículo en Science Express (la versión online de Science, donde se publican los artículos antes de ser aceptados en la revista) y ya han aparecido una gran cantidad de comentarios al respecto, muchos de ellos mostrando un gran escepticismo y, tal vez tengan razón.

Sin embargo, las pruebas que presentan los autores en este estudio están bien fundamentadas, tomando todas las precauciones del caso, ya sea comparando la calidad y reproducibilidad de las secuencias generadas en diferentes laboratorios, tomando en cuenta solo aquellas que tienen un buen número de reads por nucleótido (buena cobertura de secuenciamiento), corroborando los resultados a nivel proteico mediante espectrometría de masas, encontrando los mismos cambios en diferentes tejidos e individuos, etc. (Ver figura):

Esto no quiere decir que podamos descartar errores en el secuenciamiento, pero, esto no alcanzaría para explicar todas las diferencias en las secuencias obtenidas a nivel de ARNm comparado con sus secuencias genéticas respectivas. Así que a esperar las críticas del presente estudio.

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Referencia:

Li, M., Wang, I., Li, Y., Bruzel, A., Richards, A., Toung, J., & Cheung, V. (2011). Widespread RNA and DNA Sequence Differences in the Human Transcriptome Science DOI: 10.1126/science.1207018

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